线粒体自噬在糖尿病 及其常见并发症中的研究趋势
线粒体自噬在人类疾病的发生机制中具有重要作用，自线粒体自噬概念被提出后，得到大量关注及迅速研究。功能受损的线粒体通过产生过量的活性氧，导致代谢性疾病的发生。线粒体自噬是一个选择性自噬的过程，通过消除功能失调的线粒体来维持细胞体内平衡，在细胞稳态过程中发挥重要作用。因此，恢复线粒体自噬稳态并促进消除不可逆转损伤的线粒体，可能是糖尿病及其并发症的潜在治疗方法。本文就线粒体自噬的途径及其在糖尿病及常见并发症的发生之间的作用作一综述。
一、线粒体自噬机制
1. 线粒体自噬概述：正常细胞通过产生新的线粒体和线粒体自噬来维持胞内线粒体数量及质量的稳定，进而维持线粒体的功能。但当线粒体自噬受到抑制会导致功能受损的线粒体积累，使合成三磷酸腺苷（ATP）的能力降低，最终产生高水平的超氧化物。活性氧（ROS）的积累会导致中间代谢产物的改变，从而导致疾病的发生 [1] 。功能不良的线粒体是代谢性疾病的一个显著特征，线粒体自噬通过维持线粒体的质量以对代谢性疾病进行有效调节。自噬根据其包裹内容物大小及运送方式不同分为微自噬、巨自噬及分子伴侣介导的自噬。同时，根据特定的细胞成分是否为靶向可分为非选择性自噬和选择性自噬 [2] 。线粒体自噬是一种选择性自噬过程，包括在膜内隔离、密封和过溶酶体降解 [3] 。由于线粒体包裹在自噬性液泡内，因此称为线粒体自噬小体 [4-5] 。然而，目前，人们认为有三种类型的线粒体自噬：1型是由营养限制诱导；2型由损伤信号诱导；3型属于微自噬，与线粒体衍生的小泡有关。这些过程本质上是不同的，除3型以外，1型和2型属于巨自噬，需要溶酶体融合才能产生自噬小体包围线粒体 [6] 。
2. 线粒体自噬的调控机制：
（1） PINK1/Parkin介导的线粒体自噬：PINK1/Parkin通路是目前研究比较多的线粒体自噬通路，介导典型的线粒体自噬模式。PINK1是一种丝氨酸/苏氨酸激酶，在生理稳态条件下，PINK1通过与线粒体外膜（OMM）上的外膜转运酶（TOM）复合物结合，导入线粒体后，再与线粒体内膜（IMM）上的内膜转运酶（TIM）复合物结合，最终由线粒体加工肽酶（MPP）裂解。通过该途径导入和降解的PINK1在功能正常的线粒体上的水平非常低，几乎无法检测到。但当线粒体损伤、线粒体ROS增加时，可引起线粒体膜电位受损，即线粒体去极化，使得PINK1稳定的在OMM上积累 [7] 。积累的PINK1被激活，通过磷酸化Parkin，从细胞质中招募Parkin到OMM。Parkin是一种E3-泛素连接酶，当被招募和激活时，它会驱动线粒体蛋白泛素化，从而产生线粒体自噬 [8-10] 。值得一提的是，尽管PINK1能促进对Parkin的招募，但Parkin也可以在PINK1缺失时被招募到去极化的线粒体来驱动线粒体自噬[11] 。
（2）BNIP3/BNIP3L介导线粒体自噬：BNIP3和BNIP3L（Bnip3-like，NIX）基因是B淋巴细胞瘤2基因（BCL2）家族成员，最先发现是促凋亡基因，BNIP3L参与线粒体自噬发生在自噬小体形成阶段，BNIP3L含一个能与LC3B结合的保守结构域（LIR），通过结合LC3B促进自噬小体形成 [12] 。研究发现，BNIP3/BNIP3L参与缺氧所致的线粒体自噬，机制是BNIP3/BNIP3L介导线粒体分裂蛋白动态蛋白相关蛋白1（dynamin-related protein 1，Drp1）向线粒体转运，促使线粒体分裂成小碎片，继而激活Pink1/Parkin通路，启动线粒体自噬。可见BNIP3和BNIP3L在线粒体自噬中起到重要作用 [13] 。（3）FUNDC1介导的线粒体自噬：FUNDC1是存在于线粒体外膜的蛋白，能直接通过LIR序列和LC3结合来招募自噬体。若LIR序列缺失，FUNDC1将无法参与线粒体自噬的调控。FUNDC1与LC3结合可以介导低氧诱导的线粒体自噬。有研究表明，过表达的FUNDC1使线粒体碎片增加，并伴随线粒体自噬增加，而FUNDC1敲除会减少线粒体的分裂，抑制线粒体自噬发生 [14] 。因此，FUNDC1不仅能作为线粒体自噬的膜受体，也能通过影响线粒体分裂，增加线粒体碎片来介导线粒体自噬 [15] 。
二、线粒体自噬与糖尿病
糖尿病发病是以胰岛B细胞数量减少与功能障碍为核心环节，2型糖尿病（T2DM）以高血糖和胰岛素抵抗（IR）为特征 [16] ，高葡萄糖水平会导致线粒体ROS的增多和氧化应激的增强，从而导致线粒体功能和结构的改变 [17] ，刺激胰岛素分泌并对胰岛B细胞的功能产生影响。线粒体ROS也被证明在胰岛素抵抗及T2DM发病过程中发挥关键作用 [18] 。因此，通过线粒体自噬来维持线粒体的质量对糖尿病的发展至关重要。目前已知糖尿病发病与以下基因位点有关：C类凝集素16家族成员A（Clecl6a）、胰腺十二指肠同源盒1（Pdx1）基因和肿瘤蛋白P53诱导核蛋白1（TP53NP1）。研究结果表明，上述基因通过调节线粒体自噬影响胰岛B细胞功能。
Soleimanpour等发现Clec16a的下游靶点是RNF41基因编码的E3泛素连接酶Nrdp1 [19] 。Clec16a保护Nrdp1免受蛋白酶体的降解，而Nrdp1的下游靶点是Parkin蛋白，它抑制Parkin向受损线粒体表面的聚集。不仅如此，还促进自噬小体与溶酶体的融合，这使得受损线粒体被及时清除 [20] 。由此可见，Clec16a通过Nrdp1参与了Parkin介导的线粒体自噬过程。最新研究利用染色质免疫沉淀技术发现Pdx1调控Clec16a参与2型糖尿病和单基因糖尿病中胰岛B细胞功能的调节。Soleimanpour等发现，Pdxl可以通过调节Clec16a的表达控制胰岛B细胞线粒体自噬的活性，Pdxl表达障碍时，提高Clec16a的表达可以减少线粒体损伤，增加胰岛素释放 [21] 。
P53通过干扰Parkin向受损线粒体表面转位而抑制线粒体自噬的进程，最终引起细胞功能下降 [22] 。研究发现在糖尿病胰岛B细胞的功能调控中，抑制P53的表达保护了线粒体自噬进程从而保护了B细胞的功能，最终体现在葡萄糖刺激胰岛素释放的改善和糖耐量的提高 [23] 。同时Fujimoto等发现，敲除NIX基因后胰岛B细胞的自噬水平、胰岛素释放量和血糖控制情况均无明显改变，说明NIX通路可能不参与调节胰岛B细胞的线粒体自噬 [24] 。因此Clec16a、Pdx1和TP53均通过PINK1/Parkin途径介导线粒体自噬模式，进而影响糖尿病的发病进程。
三、线粒体自噬与糖尿病并发症
1. 糖尿病心血管病变：心血管病变是糖尿病最严重的并发症之一，其中糖尿病心肌病（DCM）的危险因素占首位，糖尿病心肌病是心肌在代谢紊乱和血管病变的基础上发生的广泛性坏死，最终进展为心力衰竭，严重的可发生猝死。
线粒体通过氧化磷酸化为心肌细胞提供能量，线粒体的质量控制与心功能关系密切。在DCM中，研究发现抑制Parkin或BNIP3和NIX均会导致受损线粒体累积在心肌细胞中，心肌细胞内线粒体自噬受到抑制，导致心肌缺血再灌注的耐受性降低从而导致更严重的心肌梗死后心脏损伤 [25] 。同时有研究 [26] 发现，在敲除Beclinl或Atgl的1型糖尿病小鼠中发现PINK和Parkin的表达水平升高，且在线粒体中Rab9蛋白含量增加更为明显，说明Rab9蛋白介导糖尿病小鼠心肌细胞内的线粒体自噬。结果表明线粒体自噬水平的提高能改善小鼠的心肌损伤。以上结果表明DCM中线粒体自噬减少使心肌受损，而线粒体自噬增加能抑制糖尿病心肌损伤。
2. 糖尿病肾病：糖尿病肾病（DN）属于糖尿病微血管并发症，它能引起40%~50%的终期肾疾病 [27] ，是糖尿病患者的主要死亡原因之一。糖尿病肾病发病过程中，肾组织中的各类细胞都可能存在线粒体自噬障碍。高葡萄糖环境下及DN模型中，足细胞的PINK1和Parkin表达显著下降，而P62的表达显著升高，表明足细胞的线粒体自噬受到抑制 [28-30] 。研究发现，足细胞核中的FoxO1能与PINK1基因的启动子结合，促进足细胞线粒体自噬。一旦线粒体自噬被激活，则可恢复线粒体功能并改善足细胞内的氧化应激状态，从而改善DN的病理状态 [31] 。
研究表明，在DN小鼠模型和高葡萄糖损伤肾小球内皮细胞模型中，线粒体形态和功能发生异常，ROS生成增加、去极化降低。此外，PINK1和Parkin的表达降低，线粒体自噬受抑制并且细胞凋亡增加。而辅酶Q10能在一定程度上升高肾小球内皮细胞PINK1和Parkin的表达，激活线粒体自噬，从而在一定程度上改善DN [32] 。在DN模型小鼠和高葡萄糖损伤肾小球系膜细胞模型中，肾小球系膜细胞内线粒体过度分裂碎片化，ROS过度产生从而使细胞凋亡程序被激活 [33] 。同时，Parkin的表达降低，而P62的表达增加，线粒体自噬受抑制。研究表明，上述变化是由核受体NR4A1通过激活线粒体分裂和抑制PINK1/Parkin介导的线粒体自噬引起的。当敲除NR4A1基因时，线粒体分裂下降，PINK1/Parkin介导的线粒体自噬被激活使受损线粒体得以清除，细胞稳态得以维持，DN得以改善 [34] 。高葡萄糖环境下，肾小管上皮细胞的NLRP3炎症小体表达增加，PINK1，Parkin和OPTN（线粒体自噬中重要的线粒体自噬受体）的表达下降，P62表达增加，线粒体自噬受到抑制。当过表达OPTN时，NLRP3炎症小体的激活受到抑制，线粒体自噬显著增加，线粒体ROS显著减少，受损的线粒体得以清除，DN从而得到改善 [35-36] 。
DN中肾组织各类细胞中所发生的线粒体自噬紊乱，造成细胞损伤甚至死亡，最终促进DN的发生发展。增强线粒体自噬可恢复线粒体正常的形态和功能，并改善肾细胞的功能形态。
3. 糖尿病视网膜病变：视网膜病变（DR）是糖尿病另一个严重的并发症，也是成人后天性致盲的主要原因。线粒体自噬对氧化应激和缺氧状态下的视网膜起保护作用。研究表明视网膜神经节细胞（RGC）是唯一将视觉信号传递给大脑的表面神经元，缺氧状态下，缺氧诱导转录因子1a（HIFla）在视网膜内核层细胞和RGC中稳定表达，HIFla通过激活下游的BNIP3使其竞争性地与Bcl2结合，使Beclinl从Bcl2中释放出来，进而诱发自噬 [37] 。由此可见，缺氧造成的视网膜神经元线粒体损伤可以通过BNIP3介导自噬途径清除，以保持细胞内环境稳定。线粒体自噬在视网膜色素上皮细胞中也有类似的作用。由此可知通过干预线粒体自噬，使线粒体自噬增加，通过降解功能损伤的线粒体对DR发挥相应的保护作用。
总之，线粒体自噬是调节细胞生存的一个十分重要的机制，通过有效清除功能或结构异常的线粒体，稳定线粒体ROS，对于细胞数量和功能的维持起到不可忽视的关键作用。线粒体自噬对糖尿病及并发症的作用机制有了初步的认识，但其中详细的分子机制尚不清楚，线粒体自噬的靶向清除功能对糖尿病及其并发症的预防、治疗能否提供帮助有待进一步研究。
参考文献
[1] Bakula, D.; Scheibye-Knudsen, M. Mitoph Aging: Mitophagy in Aging and Disease. Front. Cell Dev. Biol. 2020, 8
[2] Gatica, D.; Lahiri, V.; Klionsky, D.J. Cargo recognition and degradation by selective autophagy. Nat. Cell Biol. 2018, 20, 233–242. [CrossRef] [PubMed]
[3] Okatsu, K.; Saisho, K.; Shimanuki, M.; Nakada, K.; Shitara, H.; Sou, Y.-S.; Kimura, M.; Sato, S.; Hattori, N.; Komatsu, M.; et al. p62/SQSTM1 cooperates with Parkin for perinuclear clustering of depolarized mitochondria. Genes Cells 2010, 15, 887–900. [CrossRef] [PubMed]
[4] Zachari, M.; Ktistakis, N.T. Mammalian Mitophagosome Formation: A Focus on the Early Signals and Steps. Front. Cell Dev. Biol. 2020, 8, 171. [CrossRef] [PubMed]
[5] McWilliams, T.G.; Prescott, A.R.; Montava-Garriga, L.; Ball, G.; Singh, F.; Barini, E.; Muqit, M.M.K.; Brooks, S.P.; Ganley, I.G. Basal Mitophagy Occurs Independently of PINK1 in Mouse Tissues of High Metabolic Demand. CellMetab. 2018, 27, 439–449.e5. [CrossRef] [PubMed]
[6] Lemasters, J.J. Variants of Mitochondrial Autophagy: Types 1 and 2 Mitophagy and Micromitophagy （Type 3）. Redox Biol. 2014, 2, 749–754. [CrossRef] [PubMed]
[7] Sekine, S. PINK1 import regulation at a crossroad of mitochondrial fate: The molecular mechanisms of PINK1 import. J. Biochem. 2020, 167, 217–224. [CrossRef]
[8] Narendra, D.; Tanaka, A.; Suen, D.-F.; Youle, R.J. Parkin is recruited selectively to impaired mitochondria and promotes their autophagy. J. Cell Biol. 2008, 183, 795–803. [CrossRef] [PubMed]
[9] Matsuda, N. Phospho-ubiquitin: Upending the PINK–Parkin–ubiquitin cascade. J. Biochem. 2016, 159, 379–385. [CrossRef] [PubMed]
[10] Chan, N.C.; Salazar, A.M.; Pham, A.H.; Sweredoski, M.J.; Kolawa, N.J.; Graham, R.L.J.; Hess, S.; Chan, D.C. Broad Activation of the Ubiquitin–Proteasome System by Parkin is Critical for Mitophagy. Hum. Mol. Genet. 2011, 20, 1726–1737. [CrossRef] [PubMed]
[11] Ni, H.-M.; Williams, J.A.; Ding, W.-X. Mitochondrial dynamics and mitochondrial quality control. Redox Biol. 2014, 4, 6–13. [CrossRef]
[12] Novak I, Dikic I. Autophagy receptors in developmental clearance of mitochondria[J]. Autophagy,2011,7（3）:301-303.
[13] Yuan Y, Zheng Y, Zhang X, et al. BNIP3L/NIX- mediated mitophagy protects against ischemic brain injury independent of PARK2[J]. Autophagy, 2017,13（10）: 1754- 1766.
[14] Chen M,Chen Z,Wang Y,et al.Mitophagy recept or FUNDC1 regulates mitochondral dynamics and mitophagy [J]. Autophagy, 2016,12（4）:689-702.
[15] Wu S,Lu Q,Wang Q,et al.Binding of FUN14 domain containing 1 with inositol 1,4,5 trisphosphate receptor inmitochondria associated endoplasmic reticulm membranes maintains mitochon drial dynamics and function in hearts invivo[J].Circulation,2017,136（23）：2248-66.
[16] Szendroedi, J.; Phielix, E.; Roden, M. The role of mitochondria in insulin resistance and type 2 diabetes mellitus. Nat. Rev. Endocrinol. 2011, 8, 92–103. [CrossRef] [PubMed]
[17] Rovira-Llopis, S.; Bañuls, C.; Diaz-Morales, N.; Hernandez-Mijares, A.; Rocha, M.; Victor, V.M. Mitochondrial dynamics in type 2 diabetes: Pathophysiological implications. Redox Biol. 2017, 11, 637–645. [CrossRef]
[18] Kelley, D.E.; He, J.; Menshikova, E.V.; Ritov, V.B. Dysfunction of mitochondria in human skeletal muscle in type 2 diabetes. Diabetes 2002, 51, 2944–2950. [CrossRef] [PubMed]
[19] Soleimanpour SA, Gupta A, Bakay M, et al. The diabetes susceptibility gene Clec16a regulates mitophagy[J]. Cell,2014,
157（7）:1577-1590.DOI:10.1016/j.cell.2014.05.016.
[20] Kaufman BA, Li C, Soleimanpour SA. Mitochondrial regulation of beta-cell function: maintaining the momentum for insulin release[J]. Mol Aspects Med,2015,42:91-104. DOI: 10.1016/j.mam.2015.01.004.
[21] SOLEIMANPOUR SA，FERRARIA M ，RAUM JC，et a1． Diabetessusceptibility genes Pdxl and Clec16afunction in a pathway regulating mitophagyin cells [J] ． Diabetes． 2015，64（10）：3475—3484．
[22] Hoshino A, Mita Y, Okawa Y, et al. Cytosolic p53 inhibits Parkin-mediated mitophagy and promotes mitochondrial dysfunction in the mouse heart[J]. Nat Commun, 2013,4:2308. DOI:10.1038/ncomms3308.
[23] Hoshino A, Ariyoshi M, Okawa Y, et al. Inhibition of p53 preserves Parkin-mediated mitophagy and pancreatic b-cell function in diabetes[J]. Proc Natl Acad Sci U S A,2014,111（8）: 3116-3121. DOI:10.1073/pnas.1318951111.
[24] FUJIMOTOK，FORDEL，TRAN H，eta1．LossofNixin Pdxl—deficientmice preventsapoptotieand necrotic pcell deathanddiabetes[J]．JClinInvest，2010，120（11）：4031— 4O39．
[25] Kobayashi S, Liang Q. Autophagy and mitophagy in diabetic cardiomyopathy[J].Biochim Biophys Acta,2015,1852（2）: 252-261.DOI:10.1016/j.bbadis.2014.05.020.
[26] XU X．KOBAYASHIS，CHEN K，eta1． Diminished autophagylimitscardiaci~uryin mousemodelsoftype l diabetes[J]．JBiolChem，2013，288（25）：1807718092．
[27] Haller H，Ji L，Stahl K，Bertram A，Menne J. Molecular mechanisms and treatment strategies in diabetic nephropathy：new avenues for calcium dobesilate-free radical scavenger and growth factor inhibition［J/OL］. Biomed Res Int，2017：e1909258 ［2019-04-26］. https：//doi.org/10.1155/2017/1909258
[28] Tagawa A，Yasuda M，Kume S，Yamahara K， Nakazawa J，Chin- Kanasaki M，et al. Impaired podocyte autophagy exacerbates proteinuria in diabetic nephropathy［J］. Diabetes，2016，65（3）：755-767.
[29 ] Zhou D，Zhou M，Wang Z，Fu Y，Jia M，Wang X， et al. Progranulin alleviates podocyte injury via regulating CAMKK/AMPK-mediated autophagy under diabetic conditions［J］. J Mol Med（Berl），2019，97 （11）：1507-1520.
[30] Zhou D，Zhou M，Wang Z，Fu Y，Jia M，Wang X， et al. PGRN acts as a novel regulator of mitochondrial homeostasis by facilitating mitophagy and mitochondrial biogenesis to prevent podocyte injury in diabetic nephropathy［J］. Cell Death Dis，2019，10 （7）：524.
[31] Li W，Du MM，Wang QZ，Ma XJ，Wu LN，Guo F， et al. FoxO1 promotes mitophagy in the podocytes of diabetic male mice via the PINK1/Parkin pathway
［J］. Endocrinology，2017，158（7）：2155-2167.
[32] Sun J， Zhu HP， Wang XR， Gao QQ， Li ZY， Huang HY. CoQ10 ameliorates mitochondrial dysfunction in diabetic nephropathy through mitophagy ［J］. J Endocrinol，2019，240（3）：445-465.
[33] Zhou H，Yue Y，Wang J，Ma Q，Chen Y. Melatonin therapy for diabetic cardiomyopathy：a mechanism involving Syk-mitochondrial complex I-SERCA pathway ［J］. Cell Signal，2018，47：88-100.
[34] Sheng JQ，Li HY，Dai Q，Lu C，Xu M，Zhang JS， et al. NR4A1 promotes diabetic nephropathy by activating mff-mediated mitochondrial fission and suppressing Parkin- mediated mitophagy［J］. Cell Physiol Biochem，2018，48（4）：1675-1693.
[35] Chen KH，Dai HZ，Yuan JJ，Chen J，Lin LR， Zhang WW，et al. Optineurin-mediated mitophagy protects renal tubular epithelial cells against accelerated senescence in diabetic nephropathy［J］. Cell Death Dis，2018，9（2）：105-123.
[36] Chen KH， Feng L， Hu W， Chen J， Wang XY， Wang LM，et al. Optineurin inhibits NLRP3 inflammasome activation by enhancing mitophagy of renal tubular cells in diabetic nephropathy［J］. FASEBJ，2019，33（3）：4571-4585.
[37] YANG L， TAN P， ZHOU W ， eta1． N—acetyleysteine protects against hypoxia mimetic—induced autophagy by targetingtheHIF-1αpathway in retinalganglion cells[J]． CellM olNeurobiol，2012，32（8）：1275-1285.
