新型冠状病毒抗体检测方法的特异性与方法学差异评价

2019年12月，中国武汉报告了多例不明原因的肺炎病例^【1】，感染病例的呼吸道标本通过全基因组序列分析、核酸检测、病毒分离等多种方法均证实病原体是一种新的β属冠状病毒新毒株，国际病毒分类委员会冠状病毒研究小组将其命名为“严重急性呼吸综合征冠状病毒2”（Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2，SARS-CoV-2）^【2】。世界卫生组织将其引发的疾病命名为新型冠状病毒肺炎（Coronavirus Disease 2019，COVID-19），临床表现从无症状或轻度流感样症状到严重的双侧肺炎和急性呼吸窘迫甚至死亡。SARS-CoV-2传播迅速，主要的传播途径是呼吸道飞沫传播和密切接触^【3】。COVID-19已迅速蔓延至全球多个国家和地区，引起全球大流行^【4】。截至2021年1月10日，全球新冠肺炎确诊病例超过8400万例，死亡病例超过183万例^【5】。

为了早期识别感染病例，提高临床治愈率和降低病毒的传播速度，准确、快速的实验室检测手段成为研究的焦点。病原血清抗体检测已被广泛用于各种感染性疾病的诊治，病原进入机体后可以刺激机体免疫反应，产生免疫球蛋白A（Immunoglobulin A，IgA）、IgM和IgG抗体。IgA抗体是粘膜表面最丰富的免疫球蛋白，在呼吸道和胃肠道中对毒素和病毒起中和作用^【6】。IgM是针对抗原产生的第一种免疫球蛋白，产生最早，但维持时间短，可提示有近期感染或急性感染，IgG是最丰富的免疫球蛋白，在初次病原暴露后在体内持续存在，可对获得性免疫有保护作用，产生通常晚于IgM，但持续时间长，是感染中、后期或既往感染的指标，因此，监测IgA、IgM、IgG水平对感染诊断有重要意义。已有研究表明，SARS-CoV-2 IgM和IgG联合检测可作为新型冠状病毒感染的有效筛查和诊断指标，是新型冠状病毒肺炎核酸检测假阴性的有效互补^【7】。国家卫生健康委员会公布的《新型冠状病毒感染的肺炎诊疗方案》从试行第七版开始，就明确除了核酸检测、基因测序以外，确诊标准还包含了血清学证据，即疑似病例加上血清新型冠状病毒特异性IgM抗体和IgG抗体阳性或者血清特异性IgG抗体由阴性转为阳性或恢复期较急性期升高4倍及以上。对于临床怀疑新冠肺炎且核酸检测阴性的患者或者病情处于恢复期且核酸检测阴性的患者可通过抗体检测进行诊断。此外，血清学检测还可辅助疑似病例的排除诊断，对疑似病例连续两次新型冠状病毒核酸检测阴性（采样时间至少间隔24小时）且发病7天后新型冠状病毒特异性IgM和IgG仍为阴性可排除疑似病例诊断。

目前，为了满足临床诊断和群体血清学筛查的需要，国内外已有大量SARS-CoV-2抗体的商业化检测试剂盒上市或正在研发中。由于许多检测方法因为紧急情况授权而快速通过监管审查批准上市，发表的相关临床和基础研究虽然逐渐增加，但抗体检测结果受检测方法、检测试剂、疾病严重程度以及病程等因素影响较大，因此一些发表的研究结果差异较大。为了更好的评估SARS-CoV-2抗体检测的诊断价值，优化其在临床中的应用，本文结合国内外最新研究进展，总结了抗体检测的方法学原理、准确性和局限性，以帮助临床更好的进行结果解释和诊治。

一、SARS-CoV-2抗体检测的方法学比较和性能差异分析

截至2021年1月5日，FIND网站上已登记了567种已获批上市或正在研发中的SARS-CoV-2免疫学检测方法，其中主要包括以下几种检测方法：酶联免疫分析（enzyme linked immunosorbent assay，ELISA）、化学发光免疫分析（chemiluminescence immunoassay，CLIA）、胶体金免疫层析分析（gold immunochromatography assay，GICA），和血清病毒中和试验（serum virus neutralization，SVN）等。以上各种方法各有优缺点，不同研究给出的敏感性和特异性数据差异较大，除了与试剂盒性能有关，也受入组人群特征、患者发病时间等因素的影响。

ELISA、CLIA和GICA的检测原理类似，敏感性较好，操作相对简单，对实验室、设备及要求素质的要求低于核酸检测，但影响因素较多，易产生阴性结果，且难以在感染早期检测出阳性，且特异性相对较差，可能出现假阳性结果，检测灵敏度和特异性均低于核酸PCR技术。

GICA方法操作简单、快速，使用标本量小，仅需10-15µl血液样本，约15分钟内即可通过肉眼观察获得结果，不需要大型仪器设备，对操作流程和实验室环境要求不高，也被用作床旁检测（point of care testing，POCT）和流行病学监测的重要手段^【8-10】。通常是将受试者血液滴加在测试条加样区，如果血液里含有SARS-CoV-2抗体，则会与胶体金标记的重组病毒抗原或纯化抗人单克隆抗体结合，在侧向层析的过程中，在检测线上与单克隆抗体或重组抗原结合从而呈现阳性条带。但是条带的判读经常具有主观性，一些很弱的条带结果判读比较困难，有研究发现某厂家试剂弱条带的比例占比达37%（11/29）^【8】。目前获得国家药品监督管理局批准的生产厂家有北京新兴四寰、珠海丽珠、上海芯超、广州万孚、英诺特（唐山）、南京诺唯赞、广东和信，与GICA类似的免疫层析方法还有北京金豪制药股份有限公司研发的量子点荧光免疫层析法、厦门奥德生物科技有限公司的稀土纳米荧光免疫层析法、北京热景生物技术股份有限公司的上转发光免疫层析法。GICA方法灵敏度较差，无法定量检测，但是对实验室和人员要求较低，适宜在各种规模实验室开展，尤其适合缺乏硬件条件的小实验室。

ELISA方法是将纯化的靶抗原固定在多孔板表面作为捕获抗原。血清样本与该抗原孵育，使SARS-CoV-2抗体-抗原结合。标记的二抗结合物（如辣根过氧化物酶）与SARS-CoV-2抗体结合，洗脱后添加底物和反应中止液，继而进行检测。国内上市的ELISA方法有北京华大吉比爱研发的IgM/IgG抗体检测试剂盒。ELISA方法特性较强，对设备要求低，在具有相应技术的各种规模实验室均可开展，但因需要酶的结合所以需要较长时间的孵育，因此检测试剂长，且单次检测通量有限，操作环境开放，易污染，通常只能定性或半定量检测。

CLIA的原理与ELISA相似，但由于其孵育期较短，不需要加反应中止液，因此测试更简单快速，并可提供较大的检测通量。目前已获批的CLIA试剂包括厦门万泰凯瑞、博奥赛斯（重庆）、博奥赛斯（天津）、深圳市亚辉龙、郑州安图、丹娜（天津），检测原理为磁微粒化学发光法，另外还包括迈克生物的直接化学发光法检测平台。CLIA方法特异性强，能够对SARS-CoV-2抗体水平进行定量检测，但需要特殊的设备，检测成本相对较高，适宜在具有一定规模、有化学发光免疫分析仪的实验室开展。

SVN是一种血清学试验，分析患者抗体中和SARS-CoV-2传染性和减轻感染的能力。虽然临床资料有限，但一些研究表明恢复期血浆可抑制SARS-CoV-2病毒复制，保护个体不受感染^【11】。该试验被认为是评估保护性抗体最可靠的方法，可以为使用恢复期血浆作为被动抗体治疗感染提供参考，尤其是在重症患者中。SVN中经常使用的细胞系有Vero细胞（猴肾细胞系）、Huh7细胞（人肝癌细胞系）、293T细胞（人肾细胞系）等^{【12, 13】}。SVN方法是将连续稀释的患者恢复期血清、活SARS-CoV-2病毒或假病毒混合孵育后，加入易感细胞混合培养，然后通过显微镜或荧光观察细胞病变效应，中和抗体滴度是指降低SARS-CoV-2活性的最高稀释血清倍数。SVN检测重复性高，检测时如果使用活的SARS-CoV-2病毒，则需要在生物安全3级实验室进行，这限制了该方法的普及。有研究团队已建立了以SARS-CoV-2假病毒株为基础的中和抗体检测方法，在提高实验操作安全性的同时，保证了检测质量^【12】。SVN因为操作复杂、操作时间长而未用于临床常规诊断，如果能在常用的血清学检测方法与SVN方法之间发现相关性，能用简单易行的方法分析血浆的中和抗体滴度，则会对COVID-19患者的治疗发挥重要的作用。

二、抗体检测的敏感性和特异性评价

新型冠状病毒抗体检测的结果可以应用于以下四方面：1）推测感染状态；2）确定之前的SARS-CoV-2暴露史；3）用于识别康复患者，从而进行恢复期患者血清或血浆中和抗体检测，作为危重症患者的治疗^【11】；4）用于监测疫苗接种的效果。目前发表的数据表明，抗体检测的敏感性受检测方法、采样时间、疾病的严重程度等因素影响较大，目前已上市的试剂盒需要在临床中增加样本量进行准确性的持续性评估。不同的检测方法敏感性和特异性不同。如一项研究发现ELISA方法检测SARS-CoV-2IgM和IgG抗体的阳性率分别为90.4%和77.9%，特异性均为100%。发病5.5天后，IgM检测阳性率高于核酸检测。IgM联合PCR检测的阳性率为98.6%，明显高于单独qPCR检测（51.9%）^【14】。也有研究者采用CLIA分析了抗体检测的准确性，发现血清IgM和IgG抗体的检测敏感性分别为48.1%和88.9%，特异性分别为100%和90.9%，出现症状2周后抗体检测敏感性最高^【15】。有研究采用GICA方法对397份SARS-CoV-2感染者和128份未感染者的血液样本进行IgM/IgG检测，敏感性为88.66%，特异性为90.63%^【16】。一项荟萃分析显示，ELISA和CLIA检测IgM或IgG抗体的综合敏感性在90-94%之间，侧向免疫分析（lateralflow immunoassay，LFIA）和荧光免疫检测（fluorescence immunoassay，FIA）的敏感性在80-89%之间，特异性为95%，ELISA和LFIA的特异性均大于99%^【17】。另一项荟萃分析结果显示，ELISA检测IgM或IgG抗体的综合敏感性是84.3% [95%置信区间（Confidence interval，CI）75.6-90.9%]，LFIA是66.0%（95% CI 49.3-79.3%），CLIA是97.8%（95% CI 46.2-100%），综合特异性为96.6-99.7%^【18】。但也有研究发现ELISA方法的检测敏感性低于GICA和CLIA^【19】。Mekonnen等最近发表的荟萃分析表明，CLIA、ELISA和LFIA的敏感性和特异性分别为92%（95% CI 86-95%）和99%（95% CI 97-99%）、86%（95% CI 82-89%）和99%（95% CI 98-100%），和78%（95% CI 71-83%）和98%（95% CI 96-99%）^【20】。

（一）新型冠状病毒感染抗体产生的血清转换和动态变化

1. 抗体的动态变化：国家卫生健康委员会公布的《新型冠状病毒感染的肺炎诊疗方案（试行第八版）》中指出发病1周内抗体阳性率较低，多个研究也证实了随着发病时间的延长，抗体阳性率也明显升高。研究发现，ELISA方法检测的IgM抗体滴度在第2周开始明显升高，在之后的第三周和第四周保持稳定，IgA抗体滴度的动态变化与IgM相似。IgG抗体滴度水平从第1周开始持续增加，到第21天时达到平台期，之后持续存在^【14】。因此，基于抗体的动态变化可能确定感染阶段和评估疾病流行病学^{【14, 21】}。Chen等进行的多中心回顾性研究发现，发病1周内的血清抗体阳性率为26-39%，第2周升高到59-74%，第3周为77-89%，21天后敏感性均大于90%，特异性均大于95%^【22】。另一项荟萃分析结果显示，出现症状后1周内抗体的敏感性是13.4-50.3%，而3周后则上升到69.9-98.9%^【18】。一项Cochrane综述分析发现，IgG和IgM联合检测在疾病发作后第1周的敏感性是30.1%，第2周为72.2%，第3周达到91.4%，特异性大于98%^【23】。而且随着发病时间的延长，抗体几何平均滴度也从第一周的400升高到第2周的535.8，而第3周后保持稳定^【14】。一项研究评估了3种ELISA方法、2种CLIA、1种电化学发光免疫分析（electrical chemiluminescent immunoassay，ECLIA）和6种LFIA的敏感性，12种检测方法在第1周的敏感性均较低（40-60%），3周后敏感性均提高到80%-100%的水平。LFIA方法在14天后的敏感性均大于75%，21天后达到90%以上，IgM、IgG试剂的特异性均大于95%^【8】。研究发现，SARS-CoV-2感染者的保护性免疫反应在感染后2-3个月开始下降，特别是IgG和中和抗体水平^【24】。而SVN检测在早期的敏感性可能高于其他方法， 一项采用SVN的研究发现，感染10天后抗体阳性率达到100%，总体几何平均滴度为1:163.7^【25】。

2. 靶抗原和抗体类型：抗体检测的敏感性与试剂中使用的检测抗原有关，检测系统中靶抗原主要包括核蛋白（Nucleocapsid Protein，N）、刺突蛋白（Spike Protein，S）、S1亚基和受体结合区域（receptor-binding domain，RBD）。

研究发现，抗N蛋白IgG抗体升高早于抗S蛋白IgG抗体，而下降也早于后者^【25】。相应的，与N蛋白相比，S蛋白作为抗原检测的敏感性较低，而特异性较高，尤其是S1亚基^【27】。一些研究表明，S蛋白比N蛋白更具免疫原性或倾向于引起更大的免疫反应，因为它能够促进中和抗体的产生^【21】。因此推荐根据感染病程的不同选择针对不同抗原的检测方法。对于血清流行病学研究，则推荐针对S蛋白的检测。而且抗S蛋白IgG抗体的滴度水平可能更好地反映对人体再感染的保护作用。

一项荟萃分析发现CLIA-RBD检测的敏感性高达96%，而LFIA-S的敏感性较低，为71%（95 %CI：58-80%）^【20】。研究发现基于RBD抗原的抗体检测的特异性可达90%^【28】，S1抗原对非SARS-CoV冠状病毒的特异性为100%，与MERS-CoV的交叉反应方面优于S抗原，特异性更强^【29】。基于N蛋白的抗体检测发现了与MERS-CoV的交叉反应^{【14, 29】}。因此认为RBD和S1比S和N抗原更为特异。

3. 抗体检测的转阳时间：研究发现PCR的转阳时间是从出现症状后的第5.3天（0-19天）^【8】，而血清学测定的缺点之一是早期阶段敏感性较低。有研究发现，感染SARS-CoV-2后第一周开始产生IgM和IgG，通常在第二周可检测到^{【28, 30, 31】}。因此在进展期和恢复期取样更有效^【32】。不同研究中报道的抗SARS-CoV-2抗体转为阳性的时间可能略有差异。在一项由82名确诊病例和58名疑似病例的研究中，IgM在发病后第5天（中位数）可以检测到，IgG则在第14天（中位数）可以检测到^【14】；在一项研究中，IgM和IgG的中位血清转阳时间分别为第12天和第14天^【27】；另一项研究发现，IgG的转阳时间可能早于IgM和总抗体，中位数分别为4、12、11天，并且总抗体的高滴度与疾病的严重程度分型具有独立相关性^【28】。

（二）新型冠状病毒抗体与患者预后和疾病程度的关系

研究发现，抗SARS-CoV-2 S蛋白和N蛋白的IgG和IgM水平与病毒中和效价相关^【33】，抗体效价越高，临床分型越差^【28】，这表明抗体滴度在评估患者预后和恢复方面具有潜在价值。另一项研究也表明，中度或重型患者的中和抗体滴度略高于轻度感染者的抗体滴度^【25】。

（三）人群的血清抗体流行率

相对于PCR技术，血清学抗体检测操作简单，更适合人群流行病学的调查分析^{【21, 34, 35】}。全球不同区域报道的人群血清流行率范围在0.1-20%之间，并随着时间的推移而增加，不同的国家或地区，研究人群、疾病流行阶段以及血清学检测方法不同而有较大差异，因此为建立COVID-19的流行病学数据，应定期在各地点展开动态血清流行病学监测^【9】。

（四）新型冠状病毒抗体检测的局限型

SARS-CoV-2抗体结果可能因发病时间、检测方法性能而不同。目前尚不清楚IgM或IgG抗体在感染期间何时可被检测到，感染后抗体能持续多长时间，中和抗体对后续病毒感染的保护程度如何，研究的敏感性和特异性结果也提示该检测方法存在假阴性和假阳性的可能性。

1. 假阴性：血清学抗体检测有窗口期，IgA和IgM通常持续时间较短，后期可能产生IgG，在不适宜的阶段采样可能会导致假阴性。同时个体免疫反应和抗体产生能力的差异也可能导致假阴性的出现。在疾病早期抗体分泌不足、重症患者、免疫功能缺陷或低下的患者可能无法产生抗体应答。因此，建议在不同时间点进行多次动态血清学检测，另外与单纯IgM或IgG检测相比，IgM和IgG联合检测可以更有效的降低假阴性发生^【16】。

2. 假阳性：在低流行率人群中的抗体假阳性可能会夸大实际暴露和免疫的情况。尤其是在大范围筛查的时候，随着筛查基数的增加，假阳性结果的数量也会相当可观。

抗体测定容易受到内源性干扰的影响而出现假阳性，包括类风湿因子、异嗜性抗体和补体等，采用样本稀释、使用适当的阻断剂、尿素解离等方法可以降低内源性因素造成的假阳性^{【36, 37】}。而外源性因素则需要评估与其他呼吸道病原体之间的交叉反应，已有研究发现多个上市的抗体检测试剂盒与多种呼吸道病毒间存在交叉反应，如副流感病毒-4、人偏肺病毒、鼻病毒、肠道病毒以及冠状病毒CoV-229E、CoV-NL63和CoV-OC43^【8】。Cheng等也发现检测SARS-CoV-2抗体时与巨细胞病毒抗体和自身免疫抗体之间存在交叉反应^【22】，通过优化靶抗原的设计和生产过程，可以降低外源性因素造成的假阳性。

三、结论

新冠肺炎疫情正在全球蔓延，快速、准确的实验室检测方法是及时发现感染者的重要手段，也是防止SARS-CoV-2传播的关键，动态血清学抗体检测可与PCR核酸检测联合，相互补充，共同用于疑似患者的确诊和排除诊断。在潜伏期和感染早期，由于窗口期的原因血清学检测敏感性较低，因此应采用核酸检测；在感染的中期核酸检测和血清学检测对诊断均有价值；而在恢复阶段，可以通过血清学检测来确定患者感染和恢复情况。

另外，鉴于COVID-19疫情的持续播散所带来的公共卫生挑战，也需要进行更广泛的血清学检测，以调查人群中的流行程度、各年龄组的感染程度、识别症状较轻或无症状的人群。SARS-CoV-2的血清学检测目前正在加速发展，大量商业化试剂已上市或正在研发，但是仍需要更多的研究结果以评估抗体检测的准确性，并制定在临床实践中的应用策略。因为各种抗体检测试剂盒有其独特的特点，所以应该针对本实验室所用的检测方法，建立血清转阳时间的数据，并总结和分析假阴性和假阳性的可能情况，从而为临床医生的诊治提供更有价值的参考。

参考文献

1. Huang C, Wang Y, Li X, et al. Clinical features of patients infected with 2019 novel coronavirus in Wuhan, China. Lancet 2020; 395: 497-506.

2. Coronaviridae Study Group of the International Committee on Taxonomy of V. The species Severe acute respiratory syndrome-related coronavirus: classifying 2019-nCoV and naming it SARS-CoV-2. Nat Microbiol 2020; 5: 536-44.

3. Ong SWX, Tan YK, Chia PY, et al. Air, Surface Environmental, and Personal Protective Equipment Contamination by Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) From a Symptomatic Patient. JAMA 2020; 323: 1610-12.

4. Wang C, Horby PW, Hayden FG, et al. A novel coronavirus outbreak of global health concern. Lancet 2020; 395: 470-73.

5. https://coronavirus.jhu.edu/map.html.

6. Breedveld A, van Egmond M. IgA and FcalphaRI: Pathological Roles and Therapeutic Opportunities. Front Immunol 2019; 10: 553.

7. 徐万洲, 李娟, 何晓云, 等. 血清2019新型冠状病毒IgM和IgG抗体联合检测在新型冠状病毒感染中的诊断价值[J]. 中华检验医学杂志, 2020, 43(3): 230-233.

8. Charlton CL, Kanji JN, Johal K, et al. Evaluation of Six Commercial Mid- to High-Volume Antibody and Six Point-of-Care Lateral Flow Assays for Detection of SARS-CoV-2 Antibodies. J Clin Microbiol 2020; 58.

9. Lai CC, Wang JH, Hsueh PR. Population-based seroprevalence surveys of anti-SARS-CoV-2 antibody: An up-to-date review. Int J Infect Dis 2020; 101: 314-22.

10. Pan Y, Li X, Yang G, et al. Seroprevalence of SARS-CoV-2 immunoglobulin antibodies in Wuhan, China: part of the city-wide massive testing campaign. Clin Microbiol Infect 2020.

11. Shen C, Wang Z, Zhao F, et al. Treatment of 5 Critically Ill Patients With COVID-19 With Convalescent Plasma. JAMA 2020; 323: 1582-89.

12. Nie J, Li Q, Wu J, et al. Establishment and validation of a pseudovirus neutralization assay for SARS-CoV-2. Emerg Microbes Infect 2020; 9: 680-86.

13. Wang P, Liu L, Nair MS, et al. SARS-CoV-2 neutralizing antibody responses are more robust in patients with severe disease. Emerg Microbes Infect 2020; 9: 2091-93.

14. Guo L, Ren L, Yang S, et al. Profiling Early Humoral Response to Diagnose Novel Coronavirus Disease (COVID-19). Clin Infect Dis 2020; 71: 778-85.

15. Jin Y, Wang M, Zuo Z, et al. Diagnostic value and dynamic variance of serum antibody in coronavirus disease 2019. Int J Infect Dis 2020; 94: 49-52.

16. Li Z, Yi Y, Luo X, et al. Development and clinical application of a rapid IgM-IgG combined antibody test for SARS-CoV-2 infection diagnosis. J Med Virol 2020; 92: 1518-24.

17. Kontou PI, Braliou GG, Dimou NL, et al. Antibody Tests in Detecting SARS-CoV-2 Infection: A Meta-Analysis. Diagnostics (Basel) 2020; 10.

18. Lisboa Bastos M, Tavaziva G, Abidi SK, et al. Diagnostic accuracy of serological tests for covid-19: systematic review and meta-analysis. BMJ 2020; 370: m2516.

19. Zhang ZL, Hou YL, Li DT, et al. Diagnostic efficacy of anti-SARS-CoV-2 IgG/IgM test for COVID-19: A meta-analysis. J Med Virol 2020.

20. Mekonnen D, Mengist HM, Derbie A, et al. Diagnostic accuracy of serological tests and kinetics of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 antibody: A systematic review and meta-analysis. Rev Med Virol 2020; e2181.

21. Amanat F, Stadlbauer D, Strohmeier S, et al. A serological assay to detect SARS-CoV-2 seroconversion in humans. Nat Med 2020; 26: 1033-36.

22. Chen SY, Lee YL, Lin YC, et al. Multicenter evaluation of two chemiluminescence and three lateral flow immunoassays for the diagnosis of COVID-19 and assessment of antibody dynamic responses to SARS-CoV-2 in Taiwan. Emerg Microbes Infect 2020; 9: 2157-68.

23. Deeks JJ, Dinnes J, Takwoingi Y, et al. Antibody tests for identification of current and past infection with SARS-CoV-2. Cochrane Database Syst Rev 2020; 6: CD013652.

24. Long QX, Tang XJ, Shi QL, et al. Clinical and immunological assessment of asymptomatic SARS-CoV-2 infections. Nat Med 2020; 26: 1200-04.

25. Wang X, Guo X, Xin Q, et al. Neutralizing Antibodies Responses to SARS-CoV-2 in COVID-19 Inpatients and Convalescent Patients. Clin Infect Dis 2020.

26. Caruana G, Croxatto A, Coste AT, et al. Diagnostic strategies for SARS-CoV-2 infection and interpretation of microbiological results. Clin Microbiol Infect 2020; 26: 1178-82.

27. Meyer B, Drosten C, Muller MA. Serological assays for emerging coronaviruses: challenges and pitfalls. Virus Res 2014; 194: 175-83.

28. Zhao J, Yuan Q, Wang H, et al. Antibody Responses to SARS-CoV-2 in Patients With Novel Coronavirus Disease 2019. Clin Infect Dis 2020; 71: 2027-34.

29. Okba NMA, Muller MA, Li W, et al. Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2-Specific Antibody Responses in Coronavirus Disease Patients. Emerg Infect Dis 2020; 26: 1478-88.

30. Li G, Chen X, Xu A. Profile of specific antibodies to the SARS-associated coronavirus. N Engl J Med 2003; 349: 508-9.

31. Suhandynata RT, Hoffman MA, Kelner MJ, et al. Longitudinal Monitoring of SARS-CoV-2 IgM and IgG Seropositivity to Detect COVID-19. J Appl Lab Med 2020; 5: 908-20.

32. Loeffelholz MJ, Tang YW. Laboratory diagnosis of emerging human coronavirus infections - the state of the art. Emerg Microbes Infect 2020; 9: 747-56.

33. To KK, Tsang OT, Leung WS, et al. Temporal profiles of viral load in posterior oropharyngeal saliva samples and serum antibody responses during infection by SARS-CoV-2: an observational cohort study. Lancet Infect Dis 2020; 20: 565-74.

34. Eckerle I, Meyer B. SARS-CoV-2 seroprevalence in COVID-19 hotspots. Lancet 2020; 396: 514-15.

35. Ko JH, Joo EJ, Kim SH, et al. Clinical application of rapid diagnostic test kit for SARS-CoV-2 antibodies into the field of patient care. J Microbiol Immunol Infect 2020.

36. 肖秀美, 段京京, 吴思沂, 等. 新型冠状病毒IgM和IgG抗体胶体金免疫层析检测的假阳性分析[J]. 中华检验医学杂志, 2020, 43 (11): 1080-1085.

37. Wang Q, Du Q, Guo B, et al. A Method To Prevent SARS-CoV-2 IgM False Positives in Gold Immunochromatography and Enzyme-Linked Immunosorbent Assays. J Clin Microbiol 2020; 58.